Продолжаем, наконец, про #профессиональное_подгорание. Сейчас будут довольно очевидные вещи - но с другой стороны, ведь пригорает же!
Первое, о чем хочется сказать, - это плохое представление о том, какой параметр нужно оценить. В начале каждого эксперимента, поправив фуражку, задаешь три вопроса:
1) Какой параметр (биологический) хочется оценить?
2) Какой параметр (технический) получится померить с помощью выбранной методики? Как на этот параметр повлияют воздействия на него?
3) Как эти два параметра коррелируют и при каких условиях?
В качестве примера будет снова цитометрия. Мне как оператору хочется, чтобы в ТЗ были ответы на следующие вопросы:
1) технические: сколько клеток светится; что в них, собственно, светится; насколько ярко и вообще будет ли будет светиться; не будет ли светиться что-то, что нам мерить не надо;
2) биологические: что нам надо оценить и как интенсивность коррелирует с нужным параметром. Отсюда вопросы, нужно ли нам различие в интенсивности флуоресценции или процент положительных клеток, сколько параллелей; в случае сортировки какие популяции выравнивать по яркости и надо ли это делать.
А конкретнее:
1.1) Надо проверять наличие флуоресценции у веществ, которыми клетки обрабатываются и у оцениваемого красителя и их длины волн. Танцы с бубном с поиском нужной комбинации лазера-канала и компенсацией могут спасти, а могут и не спасти. Если светятся, необходимы обработанные контроли без красителя для успокоения души или компенсации.
Надо заранее уточнять, есть ли нужная комбинация на приборе. Например, лазер 405 нм толком не возбуждает BFP, и в силу его низкой яркости хорошо светятся только почившие клетки, поэтому или ищем прибор с УФ лазером, или вместо BFP используем, например, tagBFP.
1.2) Процент клеток. Если это не окраска антителами и не трансфекция для CRISPR, а, скажем, стабильная культура и при этом нужных клеток меньше 1%, я, скорее всего, предложу сделать две сортировки: одну "черновую", в режиме обогащения (yield), при котором нужные клетки не потеряются, но попадут ненужные; а затем сорт "набело" в режиме purity. Если это трансфекция с CRISPR, то, вероятно, осмысленнее отсортировать в планшет по 1 клону. Ну или запастить терпением, книгами, пушистым пледом и коньяком валенками, а потом все равно сортировать по 1 клону.
1.3) Вопрос, ярко ли светятся - тоже понятно. В случае трансфекции обычно большой разброс и в целом относительно яркий сигнал, в случае трансдукции - по-разному. В случае трансфекции имеет смысл брать максимум достоверно светящихся клеток, а в случае лентивирусной трансдукции предпочитаю не брать слишком бледные и яркие клетки. Если имеем слабый сигнал, может иметь смысл покрасить на выживаемость viability dye, чтобы узнать, есть ли за гейтом кто живой, и не тратить время на сортировку почивших клеток.
С выбором и комбинацией красок чуть сложнее. Если оставить в стороне особенности окрашивания панелью антител, то все просто: в случае, когда краски светят в соседние каналы, я попрошу клетки для single-stained и FMO контролей, которыми любят пренебрегать, о чем потом расскажу отдельно.
Второй пункт уже касается, собственно, темы поста. Мы измеряем интенсивность флуоресценции, и надо знать, отчего она будет зависеть.
В случае сортировки флуоресцентных маркеров мне надо знать, флуоресцентный маркер экспрессируется ли сам по себе или он слит с другим геном, он находится под управлением конститутивного промотора или индуцибельного, изменяется ли его экспрессия при определенных воздействиях (репортер ли он).
1) В самом простом случае, когда ген флуоресцентного белка сам по себе и экспрессируется постоянно, все просто и приятно: сортируем то, что светится.
2) Если это флуоресцентный сенсор, то как минимум, необходимо, чтобы разброс сигнала без воздействия был минимальным, а как максимум - чтобы разброс сигнала в ответ на воздействие тоже был минимальным и чтобы при этом разрешение было хорошим, но сохранялся биологический смысл.
Отдельный разговор - экспрессия мишеней, окрашенных антителами, особенно при иммунофенотипировании, ее разберем отдельно.
#flowwithglow